在线客服

咨询热线

糖尿病肾病中足突细胞自噬机制的研究进展

作者:未知

  [摘要]目的糖尿病肾病(DN)是糖尿病的常见并发症。肾脏足突细胞损伤、凋亡及自噬均参与了DN的发生发展过程。其中自噬作为一种溶酶体降解途径,可以通过各条途径被激活从而维持细胞稳态,提示自噬可能成为治疗DN的新靶点。本文主要就近年來DN中足突细胞自噬机制的研究进展进行综述。
  [关键词]糖尿病肾病;足细胞;自噬;综述
  [中图分类号]R587.24[文献标志码]A[文章编号]2096-5532(2019)03-0376-03
  随着糖尿病病人数量的不断增加,糖尿病肾病(DN)作为糖尿病的一种严重慢性微血管并发症,其发病率也随之提高。肾小球足突细胞损伤和凋亡在DN的进展过程中,尤其是蛋白尿和肾小球硬化形成过程中具有关键作用,而足突细胞自噬则是机体主要的防御机制之一,它激活后可发挥肾脏保护作用。本文主要就近年来DN中足突细胞自噬机制的研究进展进行综述。
  1足突细胞自噬
  自噬是一个高度保守的细胞过程,它通过将蛋白质和其他受损的细胞器运至溶酶体降解以维持细胞内稳态。根据底物运送至溶酶体途径的不同,自噬可分为巨自噬、微自噬及分子伴侣介导自噬,其中巨自噬就是通常所说的自噬。自噬是胞质中大分子物质和细胞器在双膜囊泡中降解的生物学过程,其过程大致包括4个阶段:隔离膜、自噬体、自噬溶酶体的形成和自噬体内容物的降解[1]。在饥饿、细胞器损伤、感染等细胞应激情况下,自噬活性将增强,提示自噬在细胞适应环境过程中扮演重要角色[2]。自噬体起源于内质网膜,其形成包括启动、成核、延长和关闭,每个步骤都受到自噬相关基因(Atg)编码产物的严格调控[3]。Atg蛋白分为5类:Atg1激酶复合物(Atg1/Unc-51样激酶(ULK)1/2)、Atg9、Ⅲ类磷脂酰肌醇3-激酶(PI3K)复合物以及Atg12-Atg5和Atg8共轭体系[4]。除Atg调控外自噬还有其他的调节机制,如mTOR基因信号通路和细胞应激途径等[5]。
  2足突细胞自噬与DN
  研究显示,敲除哺乳动物mTOR基因、前肾素原受体基因和mVps34基因可导致足突细胞溶酶体功能障碍,引起严重肾小球硬化,出现大量清蛋白尿[6]。持续高糖血症状态可以抑制自噬相关蛋白Beclin-1、Atgl2和LC3的表达,使足突细胞自噬减弱,从而导致足突细胞的损伤[7-8]。TAGAWA等[9]首次直接证明了足突细胞自噬参与了DN的进展,高糖血症状态下足突细胞自噬特异性缺陷小鼠表现为足突细胞减少并产生大量清蛋白尿。因此,维持足突细胞内环境稳态可阻止高糖血症损伤足突细胞,延缓肾病综合征的发生发展。另一研究小组证实,足突细胞特异性自噬缺陷的小鼠DN进展加速,表现为足突细胞受损,肾小球滤过屏障(GFB)通透性增加,大量清蛋白尿产生[8]。
  3DN中足突细胞自噬的机制
  对DN中足突细胞自噬机制的研究表明,激活足突细胞自噬从而对DN产生影响的途径包括Atg12-Atg5共轭体系、mTOR信号通路和氧化应激以及血管内皮生长因子(VEGF)。
  3.1足突细胞自噬的Atg12-Atg5共轭体系
  Atg12是参与自噬体形成的泛素样蛋白。自噬激活需要通过Atg7和Atg10的刺激使Atg12与Atg5结合,然后促进Atg8和脂质磷脂酰乙醇胺在细胞质中结合。 Atg12-Atg5共轭体系的激活促进了自噬体的产生,激活了足突细胞自噬。LIU等[10]研究表明,G蛋白偶联受体(GPCRs)的胞内信号蛋白中的β-抑制蛋白可以通过下调Atg12-Atg5共轭体系来抑制足突细胞自噬,从而加剧DN中的足突细胞损伤。因此,对该途径的调节可能是一种治疗DN病人的新型方法。
  3.2足突细胞自噬的mTOR信号通路
  mTOR对细胞生长调节和激活mTOR信号通路抑制自噬至关重要[11-15]。在哺乳动物中,mTOR与其他蛋白结合形成mTORC1和mTORC2,其中mTORC1对雷帕霉素敏感。雷帕霉素可抑制mTORC1信号通路,具有肾脏保护作用,敲除足突细胞特异性mTOR基因上游抑制因子结节性硬化症复合物1(TSC1)后mTORC1高度活化,使肾小球和足突细胞受损[16]。另外,mTOR超活化可促使DN肾小球和肾小管肥大,与足突细胞损伤和肾小球滤过率急剧下降有关。细胞质中营养缺乏(例如生长因子或氨基酸缺陷)可通过抑制mTORC1的表达而激活自噬。受抑制后mTOR不仅可以激活PI3K复合物和ULK1复合物的形成,还可以抑制核糖体蛋白亚基6激酶1(S6K1)的活性。在mTOR的上游有两个分开的蛋白激酶,即PI3K-Ⅰ/蛋白激酶B(Akt/PKB)和腺苷5′-磷酸-活化蛋白激酶(AMPK),它们受不同条件的调节[17]。
  3.2.1PI3K-Ⅰ/Akt/PKBPI3K由Ⅰ类、Ⅱ类和Ⅲ类3种亚型构成。作为Atg蛋白家族成员,PI3K-Ⅲ由Vps15调节亚基和Vps34催化亚基组成,它可以促进磷脂酰肌醇转化为磷脂酰肌醇3-磷酸盐,然后启动自噬。相反PI3K-Ⅰ调节亚基p58是与催化亚基p110结合后通过促进磷脂酰肌醇3,4,5-三磷酸化而激活Akt/mTOR信号通路。因此可以认为,PI3K-Ⅰ抑制自噬,而PI3K-Ⅲ激活自噬。胰岛素受体与酪氨酸激酶受体是存在于足突细胞膜上的跨膜受体,PI3K-Ⅰ的激活就是由胰岛素或胰岛素生长因子与胰岛素受体或酪氨酸激酶受体相互作用触发的,然后激活Akt/PKB。然后,下游的TSC1/2蛋白质被PKD1和Akt/PKB激活的产物抑制。最后,足突细胞自噬因mTOR的激活而被抑制。最近的研究强调了DN和营养依赖性途径之间的关系,其中包括mTOR信号通路。在DN模型中,特别是1型DN,胰岛素抵抗阻断了Akt/PKB磷酸化,然后通过增加脑中富集的Ras同系物(Rheb)的表达来激活mTOR。因此,胰岛素抵抗可以通过增强mTOR的活性抑制足突细胞自噬。   3.2.2AMPKAMPK是一种重要的能量代谢调节酶,它可以通过细胞质中Ca2+浓度的增加和许多激素、脂肪因子及细胞因子的刺激而被激活[18]。细胞内AMP/ATP比例降低也可以激活AMPK。此外,营养缺乏亦可诱导AMPK的活化。在ATP缺乏的情況下,下游TSC1/2被AMPK激活,然后抑制Rheb,最终通过抑制mTOR的激活增强自噬。JIN等[19]研究显示,小檗碱可以通过增强AMPK的活性减少高糖诱导的小鼠足突细胞凋亡。由肾素-血管紧张素系统引起的机械应激被认为是DN中足突细胞的主要损伤因素。
  螺内酯是一种常见的利尿剂,通常用于治疗心力衰竭、水肿或原发性醛固酮增多症。LI等[20]的研究结果表明,螺内酯具有肾保护作用,它通过阻断处于机械应激下的足突细胞mTOR信号通路而激活足突细胞自噬。因此,螺内酯可能成为治疗DN的新方法。雷帕霉素是一种新型的大环内酯类免疫抑制剂,它同时具有抗真菌以及抗T细胞活性作用[21-22]。此外,雷帕霉素也是一种选择性的mTOR抑制剂[23]。雷帕霉素可以与亲免疫因子结合形成复合物,如与FKBP12(FK结合蛋白,分子量12 000)结合形成FKBP12-雷帕霉素复合物,FKBP12-雷帕霉素复合物通过mTOR磷酸化抑制mTOR的表达激活自噬。但是雷帕霉素在DN中的临床试验较少,需要进一步的研究来阐明其在DN中的肾脏保护作用。
  3.3足突细胞自噬中的活性氧(ROS)
  除了胰岛素和营养缺乏,细胞内的代谢变化也与DN的发病机制有关,其中涉及到ROS的增加。有研究表明,ROS是激活足突细胞自噬最常见的因子[24-26]。ROS产物的增加可激活PKR样激酶(PERK),然后通过eIF2a磷酸化来氧化Atg4蛋白酶,随后提升LC3蛋白水解水平并防止mTOR激活。MA等[26]的研究表明,在暴露于高葡萄糖环境24 h后,足突细胞自噬可通过上调线粒体ROS的产生而被激活。另外,足突细胞受血管紧张素Ⅱ(ANGⅡ)刺激后也可增加ROS的产生并促进自噬激活[27]。然而,线粒体中ROS的过度产生可以破坏线粒体膜,并且ROS释放进入细胞质中可能会对其他细胞器造成损害。因为自噬靶向和降解损伤细胞器的功能是有选择性的,所以ROS的增加会有限。可以认为长期暴露于高糖条件下导致自噬不足,从而导致自噬溶酶体功能障碍和足突细胞凋亡,最后导致DN。所以减少ROS产生是一种潜在的预防DN进展的方法。
  3.4足突细胞自噬中VEGF的表达
  早期阶段的DN动物模型或病人肾脏中的VEGF水平增加。有研究表明,VEGF的升高与肾小球的渗透性增加有关[28]。VEGF被认为是血管生成的启动子并主要由足突细胞合成。VEGF-A作为VEGF家族中的成员,在早期阶段的DN中对肾小球内皮细胞有负面影响,并且这种效应可以被VEGF-A抑制型逆转,并最终改善蛋白尿[29]。目前已有研究证实,自噬可以抑制血管生成[30]。WEI等[31]研究表明,高糖可通过自噬激活下调升高VEGF的水平。YANG等[32]研究也表明,自噬体的增加可以抑制血管生成。
  4结语与展望
  DN是导致终末期肾病的主要原因,且多数DN病人一旦出现肾功能损害,其预后往往均较差。目前DN主要以严格控制血压、血脂、血糖等基础治疗为主,尚无有效预防、延缓发展甚至逆转DN的治疗手段。因此,随着自噬相关通路的深入研究,明确自噬在DN中的具体作用及机制后,通过调控自噬相关的信号通路改善肾脏足突细胞受损情况有可能成为DN新的治疗策略。
  [参考文献]
  [1]CUERVO A M, WONG E. Chaperone-mediated autophagy:roles in disease and aging[J].  Cell Research, 2014,24(1):92-104.
  [2]MALAVIYA R, LASKIN J D, LASKIN D L. Oxidative stress-induced autophagy:role in pulmonary toxicity[J].  Toxicology and Applied Pharmacology, 2014,275(2):145-151.
  [3]MIZUSHIMA N, KOMATSU M. Autophagy:renovation of cells and tissues[J].  Cell, 2011,147(4):728-741.
  [4]YAMAHARA K, YASUDA M, KUME S, et al. The role of autophagy in the pathogenesis of diabetic nephropathy[J].  Journal of Diabetes Research, 2013, 2013:193757.
  [5]LIU L P, WISE D R, DIEHL J A, et al. Hypoxic reactive oxygen species regulate the integrated stress response and cell survival[J].  Journal of Biological Chemistry, 2008,283(45):31153-31162.
  [6]CHEN J C, CHEN M X, FOGO A B, et al. mVps34 deletion in podocytes causes glomerulosclerosis by disrupting intracellular vesicle trafficking[J].  Journal of the American Society of Nephrology, 2013,24(2):198-207.   [7]KUME S, THOMAS M C, KOYA D. Nutrient sensing, autophagy, and diabetic nephropathy [J].  Diabetes, 2012,61(1):23-29.
  [8]LENOIR O, JASIEK M, HENIQUE C, et al. Endothelial cell and podocyte autophagy synergistically protect from diabetes-induced glomerulosclerosis[J].  Autophagy, 2015,11(7):1130-1145.
  [9]TAGAWA A, YASUDA M, KUME S, et al. Impaired podocyte autophagy exacerbates proteinuria in diabetic nephropathy[J].  Diabetes, 2016,65(3):755-767.
  [10]LIU J, LI Q X, WANG X J, et al. β-Arrestins promote podocyte injury by inhibition of autophagy in diabetic nephropathy[J].  Cell Death & Disease, 2016,7:e2183.
  [11]BOYA P, REGGIORI F, CODOGNO P. Emerging regulation and functions of autophagy[J].  Nature Cell Biology, 2013,15(7):713-720.
  [12]HOSOKAWA N, HARA T, KAIZUKA T, et al. Nutrient-dependent mTORC1 association with the ULK1-Atg13-FIP200 complex required for autophagy[J].  Molecular Biology of the Cell, 2009,20(7):1981-1991.
  [13]HOYER-HANSEN M, JAATTELA M. AMP-activated protein kinase:a universal regulator of autophagy[J]?  Auto-phagy, 2007,3(4):381-383.
  [14]LEE I H, CAO L, MOSTOSLAVSKY R, et al. A role for the NAD-dependent deacetylase Sirt1 in the regulation of auto-phagy[J].  Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2008,105(9):3374-3379.
  [15]KIM J, KUNDU M, VIOLLET B, et al. AMPK and mTOR regulate autophagy through direct phosphorylation of Ulk1[J].  Nature Cell Biology, 2011,13(2):132-141.
  [16]INOKI K, MORI H, WANG J Y, et al. mTORC1 activation in podocytes is a critical step in the development of diabetic nephropathy in mice[J].  The Journal of Clinical Investigation, 2011,121(6):2181-2196.
  [17]LAPLANTE M, SABATINI D M. mTOR signaling in growth control and disease[J].  Cell, 2012,149(2):274-293.
  [18]MACK H I, ZHENG B, ASARA J M, et al. AMPK-depen-dent phosphorylation of ULK1 regulates ATG9 localization[J].  Autophagy, 2012,8(8):1197-1214.
  [19]JIN Yingli, LIU Shuping, MA Qingshan, et al. Berberine enhances the AMPK activation and autophagy and mitigates high glucose-induced apoptosis of mouse podocytes[J].  European Journal of Pharmacology, 2017,794:106-114.
  [20]LI Dong, LU Zhenyu, XU Zhongwei, et al. Spironolactonepromotes autophagy via inhibiting PI3K/AKT/mTOR signal-ling pathway and reduce adhesive capacity damage in podocytes under mechanical stress[J].  Bioscience Reports, 2016,36(4):e00355.   [21]POPULO H, LOPES J M, SOARES P. The mTOR signalling pathway in human cancer[J].  International Journal of Molecular Sciences, 2012,13(2):1886-1918.
  [22]ARNS W, BUDDE K, EITNER F, et al. Conversion from a calcineurin inhibitor to a sirolimus-based therapy after renal transplantation-an update of existing recommendations[J].  Deutsche Medizinische Wochenschrift, 2011,136(49):2554-2559.
  [23]MADKE B. Topical rapamycin (sirolimus) for facial angiofibromas[J].  Indian Dermatology Online Journal, 2013,4(1):54-57.
  [24]PARK E Y, PARK J B. High glucose-induced oxidative stress promotes autophagy through mitochondrial damage in rat notochordal cells[J].  International Orthopaedics, 2013,37(12):2507-2514.
  [25]CHEN Haiyang, LUO Zaili, SUN Wen, et al. Low glucose promotes CD133mAb-elicited cell death via inhibition of autophagy in hepatocarcinoma cells[J].  Cancer Letters, 2013,336(1):204-212.
  [26]MA Tean, ZHU Jili, CHEN Xinghua, et al. High glucose induces autophagy in podocytes[J].  Experimental Cell Research, 2013,319(6):779-789.
  [27]YADAV A, VALLABU S, ARORA S, et al. ANG Ⅱ promotes autophagy in podocytes[J].  American Journal of Phy-siology-Cell Physiology, 2010,299(2):C488-C496.
  [28]THARAUX P L, HUBER T B. How many ways can a podocyte die[J]?  Seminars in Nephrology, 2012,32(4):394-404.
  [29]OLTEAN S, QIU Y, FERGUSON J K, et al. Vascular endothelial growth factor-A165b is protective and restores endothelial glycocalyx in diabetic nephropathy[J].  Journal of the American Society of Nephrology, 2015,26(8):1889-1904.
  [30]SHEN Weili, TIAN Chuan, CHEN Hong, et al. Oxidative stress mediates chemerin-induced autophagy in endothelial cells[J].  Free Radical Biology and Medicine, 2013,55:73-82.
  [31]WEI Miaomiao, LIU Chunhua, ZHANG Xiaochen, et al. Autophagy is involved in regulating VEGF during high-glucose-induced podocyte injury[J].  Molecular Biosystems, 2016,12(7):2202-2212.
  [32]YANG S Y, KIM N H, CHO Y S, et al. Convallatoxin, a dual inducer of autophagy and apoptosis, inhibits angiogenesis in vitro and in vivo[J].  PLoS One, 2014,9(3):e91094.
  (本文編辑 马伟平)
转载注明来源:https://www.xzbu.com/1/view-14913666.htm